anun

viernes, 26 de octubre de 2012

¿Cómo obtener líquido cefalorraquídeo? (I)

A propósito de un caso clínico que he visto estos días, quería hacer un resumen de la técnica que se utilizó para obtener Líquido Cefalorraquideo (en adelante LCR).

Indicaciones

  • Cuando sospechamos de meningítis.
  • Hipertermia constante de orígen idiopático.
  • Enfermedades Infecciosas que afectan al Sistema Nervioso Central (SNC).


El líquido cefalorraquídeo, se extrae generalmente de la cisterna cerebro-medular  porque nos permite obtener un gran volúmen de LCR de una forma fácil, y con una menor contaminación por sangre que la que se produce al tomar una muestra de la cisterna lumbar.

En casos de enfermedad focal del SNC,  son más representativas aquellas muestras tomadas caudalmente a la lesión. Por tanto, en aquellos animales que tengan lesiones en las que se vean implicadas la médula espinal o su canal, las muestras tomadas en la cisterna lumbar reflejarán mejor las anomalías presentes que aquellas que se tomen en la cisterna cerebro-medular. En esta situación es mejor tomar muestras de ambas zonas.

Contraindicaciones

  • Sospecha de hipertensión craneal (obturación progresiva, edema...).
  • Sospecha de hemorragia activa o diátesis hemorrágica.
  • Luxación atlantoaxial u otras causas de inestabilidad cervical.
  • Infección de los tejidos blandos adyacentes al lugar de punción.
  • Hidrocefalia o edema cerebral..
  • Evidencia de masas intracraneales de gran tamaño.


¿Qué necesitaremos?

  • Aguja "espinal" de 19 a 22 G
  • Jeringuilla de 2 ml.
  • EDTA y tubos colectores estériles.
  • Cámara de sedimentación (si procede).


Preparación y posicionamiento del paciente

  • Se necesita anestesia general para realizar esta técnica.
  • Posicionamos el animal en decúbito lateral, con el dorso cercano al borde de la mesa.
  • Flexionamos la cabeza 90º y mantenemos su posición durante todo el proceso.
  • Hemos de monitorizar la función respiratoria del animal, pues puede verse comprometida.
  • Preparamos las medidas de asépsia-antisepsia del animal en un área amplia de la base del cráneo, desde la cresta occipital incluyendo las alas del atlas.


Técnica

  1. Palpamos un triángulo cuyos puntos de referencia son la protuberancia occipital y los puntos más prominentes de las alas del atlas, en cuyo punto central, vamos a insertar la aguja espinal.
  2. Introducimos dicha aguja con el bisel dirigido caudalmente y paralelo a la superficie de la mesa.
  3. Una vez hemos penetrado en la piel, removemos el estilete.
  4. Avanzamos la aguja muy lentamente (1-2 mm cada vez) mientras observamos si obtenemos LCR en la base.
  5. Si la  punta de la aguja contacta zonas óseas cuando estamos introduciéndola, hemos de redireccionarla craneal o caudalmente, moviendo la misma hasta que penetremos en el espacio subaracnoideo.
  6. Cuando nos encontremos en el espacio subaracnoideo, el LCR aparecerá en la base de la aguja.
  7. Si observamos sangre en la base de la aguja, lo más probable es que hayamos contactado con algun vaso sanguíneo y la muestra será de poca utilidad para realizar un examen citológico.
  8. En este caso eliminamos la aguja y utilizamos otra para realizar un nuevo intento.
  9. Tomamos el LCR permitiendo que pase de la base de la aguja a un tubo estéril sin realizar succión o forzar dicho transporte.
  10. Cuando hemos tomado unos 0,5 ml de LCR, quitamos la aguja, cerramos el tubo y lo marcamos con los datos y el número de historia del paciente.



Manejo de la muestra


  • El LCR es hipotónico en comparación al suero sanguíneo, las células que se encuentran en el LCR se hinchan y lisan debido al aumento de presión osmótica.
  • Para unos mejores resultados, el análisis debería ser realizado en la media hora posterior a la toma de la muestra.
  • Las células pueden concentrarse usando una cámara de sedimentación (hablaré de ello en próximos posts).
  • El LCR se puede almacenar en  tubos con EDTA si se va a utilizar para realizar un examen citológico, proteína total o un recuento del número de células nucleadas.
  • El LCR puede almacenarse en un tubo estéril si se va a enviar a un laboratorio para realizar una serología y un cultivo bacteriano.
  • Alternatívamente, las células pueden ser conservadas añadiendo un 30-50% del propio suero sanguíneo del animal. Si realizamos esto, es importante enviar con la anterior muestra de LCR y suero, una nueva muestra únicamente con LCR para la determinación de las proteínas totales.



Principales complicaciones

  • Hernia cerebral o cerebelar debido a el aumento de la presión intracraneal.
  • Hemorragia del Sistema Nervioso Central.
  • Convulsiones.




lunes, 22 de octubre de 2012

Sobre la Estomatitis y el Complejo Gingivitis-Estomatitis Felina

La estomatitis, junto a la gingivitis, faringitis y glositis, puede ser causada por una enfermedad local o sistémica y es un problema mucho más frecuente en gatos que en perros.

Los signos clínicos raramente son útiles para determinar la etiología del proceso. Sin embargo es importante discernir si la estomatitis es aguda o crónica y para ello hemos de realizar un buen examen clínico.
  • La estomatitis aguda está frecuentemente asociada con la ingestión de cáusticos o irritantes químicos o sustancias procedentes de  plantas caseras de los géneros Pinus spp, Poinsettia spp o Philodendron spp. Las quemaduras eléctricas producidas al masticar cables tienden a causar lesiones agudas y lineales en el paladar duro, encía y comisuras labiales (Wolf et al, 1992) y pueden estar asociadas con arritmias cardiacas y edema pulmonar.
  • Enfermedades metabólicas o inmunomediadas de la cavidad bucal, deficiencias nutricionales, neoplasias y microorganismos tienden a estar asociados con estomatitis progresiva y crónica.



Complejo Gingivitis-Estomatitis Felina.

El complejo gingivitis-estomatitis puede llegar a ocasionar una situación frustrante para el dueño del animal y el veterinario, pues puede ser muy doloroso para el animal.

La etiología es desconocida, pero parece ser el resultado final de una gran variedad de procesos que causan infiltración de la mucosa con linfocitos, células plasmáticas y menos comunmente, un infiltrado eosinofílico.
  • La gingivitis-estomatitis puede afectar a gatos de cualquier edad. 
  • Una gingivitis leve es comúnmente hallada en gatos jóvenes con pedigree y es frecuentemente autolimitante.

El virus de la leucemia felina (FeLV), el virus de la inmunodeficiencia felina (FIV) y el calcivirus felino (FCV) han sido implicados en la patogénesis de la enfermedad. Alrededor del 15% de casos de estomatitis son positivos al virus de la leucemia felina y/o el virus de la inmunodeficiencia felina. Es improbable que estos virus causen daño directo de la mucosa, sin embargo, se piensa que la gingivitis-estomatitis aparece secundariamente a la inmunosupresión. El papel del calcivirus felino en dicho complejo es hasta ahora desconocido, pero parece fuertemente relacionado con la aparición del proceso. El virus, sin ninguna duda, causa ulceras orales problemáticas durante la infección aguda, pero  no se sabe a ciencia cierta si causa suficiente daño en la mucosa para iniciar una progresión notable del proceso. Además puede ser aislado de la encía de muchos gatos con gingivitis y estomatitis, aunque también ha sido aislado en el 24% de gatos sanos sin enfermedad oral.

La caries dental acompaña frecuentemente a los procesos anteriormente mencionados y en muchos casos responde favorablemente ante la higiene dental a corto plazo.


Opciones terapéuticas

Inicialmente, debemos higienizar la cavidad oral. La profilaxis debería ser completa, legrando la porción subgingival y puliendo las coronas dentarias. 
  1. Los dientes con lesiones significativas y raíces dañadas deberían ser extraidos. Posteriormente se debería realizar una limpieza bucal cada 6-12 meses. Es importante que el propietario del animal, continúe el cuidado de la cavidad oral en casa, usando enjuagues orales o geles.
  2. Los antibióticos, raramente producen más que una mejora temporal del proceso mórbido, sin embargo pueden ayudar a controlar la flora oral en aquellos lugares en los que es difícil realizar una limpieza periódica.  Entre los antibióticos que podemos utilizar en estos casos incluimos amoxicilina/clavulánico (Synulox; Pfizer), clindamicina y metronidazol/espiramicina (Stormogyl o Rhodorgyl).
  3. Los corticosteroides son más eficaces en casos en los que hay un infiltrado celular e hipergamaglobulinemia muy marcados. Se deberían realizar tests de diagnóstico frente a retrovirus antes de la utilización de estos compuestos, debido a que los corticoides están contraindicados en casos agudos de calcivirosis felina o infección por el herpesvirus felino de tipo I (FHV-I). Una dosis inmunosupresora de corticoides como la prednisolona -Dacortín- a 2-4 mg/kg de una a tres semanas, seguida de una disminución gradual de la dosis sería ideal. Otra opción de tratamiento sería el uso de acetato de metilprednisolona -depo-moderin- que puede administrarse a una dosis inicial de 2 mg/kg cada dos o tres semanas en diferente número de dosis (de 3 a 5) con intervalos de descanso de entre seis y ocho semanas. 
  4. Actualmente no existe ningun estudio sobre la eficacia y toxicidad de las sales de oro en gatos, por lo que no las consideramos como una opción terapéutica plausible.
  5. Algunos estudios sugieren la criocirugía como un avance en el tratamiento del complejo gingivitis-estomatitis felina, si bien es cierto que existe un riesgo de causar un exceso de hiperplasia y daño de los tejidos submucosos.
  6. Las extracciones dentarias han sido consideradas como un complemento al tratamiento, aunque el éxito de la intervención no es total, y la extracción dentaria radical es un proceso difícil y caro. Se han de realizar radiografías pre y post-extracción para asegurar que todos los fragmentos dentarios han sido eliminados. Inicialmente se intentan dejar piezas como los caninos para mantener la forma de la boca y sujetar la lengua en un lugar correcto en la cavidad oral, pero la evolución del caso puede requerir la extracción de los mismos en etapas posteriores de la enfermedad y de la vida del animal.
  7. El Acetato de megestrol -Ovarid- se ha usado en muchos casos de gingivitis/estomatitis crónica, pero no ofrece ventaja clínica sobre los corticoides y además produce obesidad, letargia y en muchos casos, diabetes mellitus.
Aunque hoy por hoy las opciones terapéuticas frente a esta enfermedad son muchas, el pronóstico es desfavorable, teniendo realizar un seguimiento exaustivo del animal durante largos periodos de tiempo.

viernes, 19 de octubre de 2012

He oido hablar sobre...La aspiración con aguja fina

¿Para qué está indicada?

Para obtener muestras para análisis citológicos de masas (en tejidos blandos, subcutáneo...) o vísceras abdominales.


¿Tiene alguna contraindicación?

No debemos realizar en ningún caso esta técnica en caso de coagulopatía.


¿Qué necesitaremos?
  • Agujas hipodérmicas de 21 a 23 G, con longitud en función de la profundidad a la que esté la muestra.
  • Jeringuilla de 5 ml.
  • Portas
  • Ecógrafo (en función del caso clínico y la localización del lugar del que precisamos obtener una muestra)

Preparación y posicionamiento

  • La aspiración con aguja fina de masas superficiales puede ser llevada a cabo mediante contención física o sedación ligera.
  • La aspiración con aguja fina de vísceras abdominales requiere sedación profunda o anestesia general.
  • El animal ha de posicionarse con el área sobre el que vayamos a tomar la muestra hacia arriba.
  • La preparación aséptica de la zona se lleva a cabo en la piel sobre el lugar en el que vayamos a realizar la técnica y la piel adyacente, centrándonos principalmente en el lugar en el que va a introducirse la aguja.

Técnica

La aspiración con aguja fina de órganos internos (hígado, bazo, riñón) y de masas intraabdominales se realiza mejor orientándonos con ayuda de un ecógrafo.

  1. Para masas superficiales, inmovilizamos la misma con una mano e insertamos la aguja en la lesión usando la otra mano. Para masas abdominales la inmovilización no es posible en la mayoría de los casos.
  2. Movemos la aguja de un lado a otro en el interior de la lesión y en varias direcciones y posteriormente la sacamos. Para masas firmes, más difíciles de exfoliar, podemos aplicar succión contínua o intermitente, aunque este método puede causar un daño celular mayor a células frágiles e incrementar la posibilidad contaminación con sangre de las muestras.
  1. Para llevar a cabo una técnica de succión contínua retiramos el émbolo de la jeringuilla hasta la mitad o tres cuartos del volúmen de la misma (para aplicar una succión de 2 a 3 ml).
  2.  Mantenemos la succión y movemos la aguja a un lado y a otro, redireccionando la misma varias veces dentro de la lesión.
  3.  Finalizamos el proceso de succión y sacamos la aguja de la masa. Posteriormente separamos la aguja de la jeringuilla.

Preparación de la muestra

1. Preparación por "apiñamiento" (Squash preparation)
  • Expelemos el aspirado en el centro del porta.

  • Ponemos un segundo porta encima y en ángulo recto para "esparcir" la muestra (algún autor lo llama la técnica de la tostada), procurando no ejercer mucha presión para no romper las células que allí se encuentren. 


  • Deslizamos el porta superior rápida y suavemente sobre el porta inferior que se mantendrá inmóvil sobre la mesa de laboratorio. 
              Recuerda que es el porta inferior el que ha de examinarse al microscopio.

2. Técnica análoga al frotis sanguíneo

Esta técnica es útil para aspirados, y nunca es usada para muestras con alta celularidad.
  1. Expulsamos el aspirado (una gota) cerca del borde de un porta en su zona central.
  2. Mantenemos el porta con el que vamos a extender dicha gota entre los dedos pulgar y corazón, poniendo el dedo índice en la parte superior del "porta extensor"
  3. Ponemos el "porta extensor" frente al aspirado a un ángulo cercano a los 30º, y lo deslizamos hacia atrás hasta que entre en contacto con la muestra, desplazándolo rápidamente sobre el eje hacia adelante una vez ocurra ésto.
  4. Después de que hayamos completado un recorrido con el porta extensor de alrededor de dos terceras partes del porta lo levantamos  con la finalidad de concentrar células en el final de la extensión.


Complicaciones principales

  • Hemorragias menores. Realizaremos hemostasia terapéutica por compresión sobre el lugar en el que introdujimos la aguja hasta que el punto deje de sangrar. Ante hemorragias internas constantes y duraderas tras realizar la toma de muestras mediante éste método está indicada la laparotomía exploratoria para evitar el problema.
  • Daño tisular.


miércoles, 17 de octubre de 2012

¡Primera duda al correo electrónico!

El día posterior a la publicación del primer post sobre Urianálisis, me llegó un email preguntándome sobre las causas de error y problemática a la hora de realizar la tira de orina.

"Hola

Soy AXX, una alumna de último curso de veterinaria en la facultad XXXX XX XXXXX. Me ha gustado mucho tu blog.

Me gustaría preguntarte por la entrada del blog en la que tratas la tira de orina y en concreto los problemas que pueden dar y los errores que se pueden cometer al interpretarlas.

Gracias y sigue así.

Un saludo.


AXX"

Aunque le he contestado personalmente, aquí tenéis la tabla-respuesta que le dí (si pincháis sobre ella, sale más grande).



Gracias por tu consulta, y por ayudarme a saber un poco más sobre los errores a la hora de realizar la tira reactiva de orina.

martes, 16 de octubre de 2012

He oido hablar sobre el Cabestrillo de Ehmer....

Hoy tuve una conversación con un muchacho que desconoce la existencia de este blog, pero que me sirvió de bastante.

-He oido hablar sobre el cabestrillo de Ehmer. ¿Me puedes explicar brevemente lo que es?.

-¡Claro!.

Después de un rato haciendo dibujos una idea vino a mi cabeza:

Lo bueno si breve dos veces bueno. ¡Podría haber una sección en el blog con estas características!

Aunque he tratado de hacerlo con otros procedimientos anteriormente, el cabestrillo de Ehmer, que voy a explicar ahora, va a inaugurar la sección: "He oido hablar sobre...",  dónde se hablará resumidamente de diversas técnicas que pudieran resultar útiles en nuestro día a día.

¿Para qué usamos el cabestrillo de Ehmer?
  1. Para estabilizar la articulación de la cadera después de la reducción cerrada de la articulación de la cadera (y permitir la regeneración de los tejidos periarticulares).
  2. El cabestrillo de Ehmer mantiene el miembro pélvico en flexión, mientras da rotación interna y abduce moderadamente la articulación de la cadera.

¿Tiene contraindicaciones?

Se me ocurren los siguientes casos que podríamos considerar como contraindicaciones:
  • Animales de razas condrodistróficas o muy musculados, donde es muy difícil, por no decir imposible realizar el vendaje.
  • Animales nerviosos y temperamentales que no toleren una inmovilización prolongada del miembro pelviano.
  • Pacientes que tengan inestabilidad articular tras la reducción cerrada de la luxación de cadera, en los que el cabestrillo de Ehmer no mantendría el nivel de estabilidad que debería.
  • Otras fracturas asociadas o animales con displasia de cadera.
  • Heridas abiertas.

¿Qué necesitaremos?
  • Venda acolchada
  • Venda de conformación (gasa)
  • Venda autoadherente protectora ('Vetrap' o 'Elastoplast')


¿Cómo preparamos y posicionamos al paciente?
  1. Para la reducción cerrada de la luxación de cadera, se requiere anestesia general, hecho que podemos aprovechar para la realización del vendaje, aunque antes de ello hemos de confirmar que el tratamiento conservador de la luxación de cadera es apropiado (se hablará sobre ello en próximos artículos).
  2. Hemos de posicionar al paciente en decúbito lateral con al extremidad afectada totalmente accesible para realizar el vendaje.
  3. Al comienzo del procedimiento, el miembro pélvico afectado ha de flexionarse con cuidado.

Técnica

En primero lugar hemos de confirmar que la reducción cerrada de la luxación de cadera ha sido correcta. Para ello realizamos un estudio radiográfico seriado (LL/VD).

Es difícil y puede resultar engorroso explicar la técnica, por lo que hasta que pueda tomar unas fotos realizándola o hacer unos dibujos y escanearlo (ésto será pronto), dejo un vídeo de la misma, cortesía de Friendship Surgical Specialists



¿Cuánto tiempo mantengo el vendaje?. ¿Algo más que deba saber?
  • Las recomendaciones sobre el tiempo que el animal ha de llevar el vendaje para evitar una recidiva varían, aunque la mayoría de los textos consultados hablan de usar este vendaje entre 7 y 10 días.
  • Es importante comprobar varias veces al día el cabestrillo en busca de problemas y complicaciones (lo ideal es hacerlo cada 3 ó 4 horas).
  • El ejercicio desmesurado es la causa principal no solo del fracaso del vendaje, si no de que se produzca una nueva luxación de cadera a consecuencia de ello.

¿Qué complicaciones pueden ocurrir?
  • Si se aprieta mucho, las complicaciones principales puede ser:
  • Hinchazón del miembro sobre el que realizamos el cabestrillo debido a éstasis venoso. 
  •  Desprendimiento de la almohadilla plantar 
  •  Irritación de la piel, especialmente sobre la zona del vendaje. 
  • La excesiva presión puede causar necrosis de tejidos blandos.
  •  Si la venda se humedece pueden aparecer dermatítis húmeda y maceración de tejidos blandos.
  • La pérdida de parte o la totalidad del vendaje son muy frecuentes.
  • Es posible que se produzca una nueva luxación debido al mal desarrollo de la técnica.









lunes, 15 de octubre de 2012

Examen General de Orina (I): Toma de Muestras, Apariencia Externa, Densidad específica y Tira reactiva.

El urianálisis es una técnica simple y poco costosa que requiere poco instrumental y que nos aporta información no solo del tracto urinario si no de otros órganos y sistemas.

En general, un examen completo de orina comprende la realización de la tira reactiva de orina, la evaluación de la densidad específica, y el estudio del sedimento urinario.

En este post vamos a hablar de los dos primeros, dejando el estudio del sedimento urinario para una nueva entrada del blog.


¿Cómo tomamos las muestras?

Podemos tomar las muestras de la siguientes maneras:

  • Cuando el animal orina. Las muestras recogidas mediante este método son a menudo útiles para un screening inicial, incluso si posteriormente vamos a tomar otra muestra mediante cistocentesis. Lo mejor es no recoger la primera porción de la orina dado que puede estar contaminnada con células u otros componentes normales de la piel o el pelo. En perros podemos utilizar kits especiales para recoger la muestra, mientras que en gatos, lo mejor suele ser utilizar arena no absorbente para ello, pues nos permitirá utilizar una jeringuilla para recoger la orina directamente de la bandeja donde el animal suela realizar sus deposiciones.
  • Cateterización. La cateterización es un método actualmente en desuso pues la mayoría de los clínicos lo evitan debido a que constituye un riesgo de infección del tracto urinario bastante elevado.
  • Cistocentesis. Una vez comprobado que hay suficiente orina en la vejiga, la cistocentesis es una procedimiento fácil de realizar -sobre todo en el caso de poseer un ecógrafo- y muy útil, aunque a menudo aparece microhematuria en las muestras tomadas mediante esta técnica.



¿Cuánto tiempo ha de pasar hasta que examino la muestra y cuánto puedo almacenarla?

Siempre que sea posible, hemos de realizar el examen de orina durante los 60 minutos siguientes a la toma de la muestra. Despues de este tiempo comienza a degenerar, el pH aumenta, los cristales pueden precipitarse o disolverse y la concentración de bilirrubina y cuerpos cetónicos puede disminuir.



Si no podemos realizar un análisis rápidamente, las muestras han de refrigerarse a 4ºC y extraerse posteriormente un tiempo antes de realizar el test para atemperarlas.

Notesé que la refrigeración puede causar que los cristales precipiten y que no se disuelvan nuevamente tras extraer la muestra del frigorífico.


Examen e interpretación

Material necesario.
  • Pipetas
  • Portas y cubres
  • Tubos cónicos para la centrifuga
  • Centrífuga (utilizaremos una baja velocidad: 1000-2000 rpm).
  • Microscopio
  • Tiras reactivas
  • Método de tinción
  • Refractómetro.


Apariencia externa
"Admira a todas aquellas personas que saben ver algo donde a los demás se nos escapa"
Evaluar la apariencia externa de una muestra es útil para hacernos una idea mental.
  • El color nos puede dar información.
  • Una vez una muestra ha sido centrifugada, el sedimento ha de ser visible a simple vista. 
  • Un ejemplo de como la apariencia externa nos puede ayudar a catalogar una muestra puede ser la manera en la que distinguimos una muestra hematúrica de una hemoglobinúrica. En ambos casos la orina es roja cuando ha sido recientemente recogida pero:
  • Las muestras hematúricas van a producir un pellet de glóbulos rojos y un sobrenadante claro tras centrifugarlas.
  • El sobrenadante de muestras hemoglobinúricas va a permanecer de color rojo incluso despues de haberlas centrifugado. 
Esta prueba solo es posible con muestras frescas por la potencial lisis de los eritrocitos con el paso del tiempo.


Densidad urinaria

La densidad urinaria debería de ser evaluada mediante un refractómetro dado que las tiras reactivas son muy poco precisas en este aspecto.

Hemos de limpiar el refractómetro con agua destilada despues de cada uso y posteriormente hemos de secarlo.

En el paso ulterior podemos poner dos o tres gotitas de orina para probarlo, si la muestra contiene mucho sedimento y se ve borrosa, es mejor medir la densidad específica del sobrenadante tras centrifugar la muestra. Si la escala del refractómetro que estamos usando solo llega a 1,035, las muestras concentradas podrían diluirse en una proporción de 1:1 con agua destilada.

La densidad específica puede aumentar cuando hay altas cantidades de proteinas o glucosa en orina.

Muchos refractómetros están calibrados para evaluar muestras de orina humana y tienen tendencia a sobreestimar la densidad urinaria sobre todo en el caso de gatos. Podemos evitar este problema mediante el uso de refractómetros de uso veterinario.


La densidad específica se mide de manera rutinaria en animales azoémicos para diferenciar entre azoemia renal y prerrenal.
  • Una densidad específica de más de 1,035 en gatos y más de 1,030 en perros nos indica azoemia prerrenal.
  • Si la densidad específica en un animal azoémico es menor que el  los valores anteriormente citados , puede deberse a una causa renal. 
Sin embargo, algunas causas de poliuria y polidipsia pueden disminuir la densidad urinaria (por ejemplo, la hipercalcemia), por lo que es importante excluirlas antes de hacer un diagnóstico de azoemia renal.
Una posible causa de una densidad específica muy baja es la diabetes insípida, que solo incluimos en el diagnóstico diferencial en casos en los que la densidad específica sea menor de 1,008 (orina hipostenúrica, más diluida que el plasma).


Tira reactiva de orina

La tira reactiva de orina está diseñada para ser usada con orina humana y muchos test no son lo suficientemente precisos y por lo tanto algunos de los resultados serán poco significativos (es el caso del urobilinógeno, la densidad específica y los leucocitos),

Aunque puede sonar obvio, es importante que las tiras que usemos no esten caducadas para que los resultados al trabajar con las mismas sean correctos.


¿Qué parámetros mide la tira de orina y cuáles son más precisos?


1.- pH

La tira reactiva no es completamente precisa midiendo este valor, por lo que lo mejor sería usar un pHimetro. Dado que la mayoría de las clínicas no tienen uno disponible, el único remedio que nos queda es medir el pH mediante el anterior método.
La medición del pH es más precisa cuanto más fresca sea la muestra sobre la que realicemos el test.

2.- Proteína

Cuando sospechamos de enfermedad renal, es mejor comprobar el ratio Proteina en orina/Creatinina (UPCR -Urine Proteine Creatinine Ratio) para cuantificar la pérdida de proteínas y así determinar si ésta es significativa.
  • La UPCR solo puede ser testada si no hay sedimento
  • La UPCR no es válida en muestras en las que observamos hematuria a simple vista, dado que la sangre contiene proteínas que van a producir un falso incremento en dicho valor.
  • La piuria también produce un falso incremento en la estimación de proteínas.

3.- Sangre

Algunas tiras muestran motas en el test con sangre no hemolizada (eritrocitos intactos) y un cambio de color uniforme en el caso de sangre hemolizada.

En este caso, también sirven las anotaciones dadas en el apartado Apariencia externa de este mismo post.

4.- Bilirrubinuria.

La presencia de bilirrubina en la orina de perro puede ser normal, aunque si la concentración es elevada, lo mejor es evaluar el hígado mediante una bioquímica sérica.  La bilirrubinuria en gatos es anormal y deberemos realizar una investigación adicional en caso de estar presente.

5.- Glucosuria

Puede ocurrir como resultado de estrés agudo en gatos, siendo un hallazgo patológico en perros. 
En ocasiones esta prueba puede dar lugar a falsos positivos
6.- Cuerpos cetónicos

La tira reactiva mide principalmente acetoacetato y no el betahidroxibutirato.

En animales cetoacidóticos, el betahidroxibutirato puede ser más alto que el acetoacetato y  por lo tanto el test puede resultar negativo. Además, una vez iniciada la terapia con insulina en animales diabéticos, las proporciones de cetonas cambian y el acetoacetato puede, por consiguiente, llegar a ser detectado en la tira, por lo que puede parecer que la cetosis está evolucionando a peor, cuando en realidad, no lo está.

Nota: es posible realizar la medición del betahidroxibutirato en sangre


-Encontrarás las referencias bibliográficas en el segundo post, que se publicará en unos días.
-Deja tu comentario, Gracias. 

sábado, 13 de octubre de 2012

Examen Ortopédico: ¿Qué es y para qué usamos el test de Ortolani?

¿Qué es el test de Ortolani?

El test de Ortolani es un test usado para detectar laxitud de cadera en perros jovenes (que apoye el diagnóstico de displasia de cadera).


¿Por qué no he oido hablar de él?. ¿Es efectivo?

Quizás la principal razón es que no todos los perros con displasia de cadera muestran un test de Ortolani positivo. Éste es el caso de:
  • Animales con luxación coxofemoral
  • Perros en los que la fibrosis capsular ha estabilizado la articulación de la cadera.

¿Cómo preparamos y posicionamos al animal?

  • Este test se puede realizar en el animal consciente, pero es potencialmente doloroso y por lo tanto se lleva a cabo mejor con el perro sedado.
  • Generalmente, colocamos al animal en decúbito lateral, aunque también se puede realizar en decúbito dorsal).


Técnica

Con el fémur perpendicular a la pelvis y paralelo a la mesa, y con una mano sobre la articulación coxofemoral, se coge la babilla con la otra mano y se empuja el fémur contra el acetábulo manteniendo la presión, como si quisíeramos luxar el fémur dorsalmente.



Si existe laxitud articular tendremos la cabeza del fémur ligeramente subluxada apoyada en el borde acetabular dorsal (Figura. 1), ahora se realiza una abducción lenta del fémur, sin dejar de empujar, hasta que notemos, y oigamos, como la cabeza del fémur se aloja en el acetábulo (Fig. 2). De notar esto diremos que es Ortolani positivo y nos quedaremos convencidos de que existe laxitud articular.



¿Quieres dejar información adicional sobre el test de Ortolani?. Deja tu comentario. Gracias.

viernes, 12 de octubre de 2012

Taller de Dermatología (II): ¿Buscando dermatofitos?.


Depilación (arrancamiento) de pelo para cultivo de dermatofitos.


¿Qué necesitaremos?
  • test para dermatofitos (DTM...)
  • mosquito, pinzas hemostáticas.
Técnica
  1. Arrancamos pelos usando el mosquito o la pinza hemostática del borde de una lesión reciente y si es posible incluimos restos de piel (que se desprenden).
  2. Ponemos las muestras en DTM  (agar selectivo para dermatofitos)
  3. Observamos la placa durante 10 días. Los hongos patógenos producen un cambio de color a tonos rojos brillantes (Los organismos contaminantes no causan un cambio de color hasta que los cultivos envejecen mucho).


Cepillado de capa para dermatofitos: técnica del cepillo de dientes de Mackenzie.


¿Qué necesitaremos?
  • Cepillo de dientes estéril
  • Medio de cultivo para hongos como DTM
Técnica
  1. Cepille una extensión amplia de la capa del animal con un cepillo de dientes estéril. Está recomendado realizar esta maniobra a contrapelo para este test.
  2. Damos unos toques con la cabeza del cepillo de dientes en el medio de cultivo para dermatofitos.
  3. Observamos la placa durante 10 días. Los hongos patógenos producen un cambio de color a tonos rojos brillantes (Los organismos contaminantes no causan un cambio de color hasta que los cultivos envejecen mucho).

Técnica de Wood


¿Qué necesitaremos?
  • Lampara de Wood
  • Lupa
Técnica
  1. Hemos de explorar al animal en una habitación oscura.
  2. Encendemos la lámpara de Wood y examinamos la capa del animal, ayudándonos con una lupa durante el tiempo que sea necesario (unos 5 minutos).
  3. Si el resultado es positivo, observaremos un tono verde fluorescente.



Limitaciones de la técnica
  1. Desafortunadamente, no todas las variedades de Microsporum canis producen un resultado positivo al hacer la técnica de Wood (estudios recientes indican que el total de dermatofitos que producen fluorescencia varían entre el 30 y el 90 %)
  2. Otros dermatofitos menos comunes también pueden causar fluorescencia como: Microsporum audouninii, Microsporum equinum y Trichophyton schoenleinni.
  3. Se pueden producir falsos positivos por el tratamiento con ciertos fármacos tópicos, detritus e incluso por la presencia de algunas bacterias.

Este post tendrá fotos lo más pronto posible, disculpa las molestias.




jueves, 11 de octubre de 2012

Curso Dermatología Quadam

Hoy estoy bastante contento.

Me voy a inscribir al curso de dermatología de QUADAM impartido por el Doctor Juan Rejas Lopez, especialista en dermatología del Hospital Clínico de Castilla y León y Profesor del departamento de Anatomía, Medicina Interna y Cirugía de la Universidad de León.

Este curso tiene 120 horas de duración y se realiza en la modalidad online. Posee una organización en niveles básico, medio y avanzado que supongo facilite el aprendizaje.

El precio del curso son 390 euros sin beca, 292 (creo) con la beca de la revista consulta, lo que lo hace muy atractivo para un curso de estas características con 5 meses de duración.



Os iré contando mis impresiones detalladas sobre el curso tan pronto como comience.


Si tienes alguna duda o quieres información sobre el curso dirígete aquí






miércoles, 10 de octubre de 2012

Taller de dermatología (I): Cepillado, técnica del papel húmedo y técnica de la cinta adhesiva

En esta sección del blog, intentaré hacer una explicación resumida y concisa de diversas técnicas que nos pueden resultar útiles a todos aquellos que aún estamos en proceso de aprendizaje (dicen que el proceso de aprendizaje de un veterinario dura de por vida, y la verdad, agradezco que sea así).

Una historia clínica completa y un examen clínico concienzudo son indispensables, pues junto a nuestras sospechas clínicas, nos ayudarán a crear un esquema mental de las pruebas a realizar para alcanzar un diagnóstico preciso y correcto.

Los procesos que voy a describir en los diferentes capítulos de este taller, pueden utilizarse separados o de manera conjunta como parte de una buena exploración dermatológica.

Nunca olvides rotular las muestras tomadas con el nombre, número de historia clínica y fecha, es algo ESENCIAL para el estudio seriado y metódico. 

¿Cómo preparamos al paciente?
  • Normalmente no es necesaria una preparación Se realiza con el animal consciente, aunque una ligera sedación puede ser necesaria en caso de pacientes agresivos.
  • Podemos posicionar al paciente en estación, sentado o en decúbito dependiendo del área sobre el que pretendamos tomar muestras.


Cepillado de pelo (pulgas).


¿Qué necesitaremos?
  • Un peine de arrastre de pulgas (flea comb)
  • Lámpara de mano
  • Papel blanco
  • Cinta adhesiva
  • Portas y cubres.
Técnica
  1. Colocamos al paciente encima de un trozo de papel grande (puede ser una hoja de papel larga o similar).
  2. Cepillamos la capa del animal rápidamente con un cepillo durante unos minutos.
  3. Recogemos el material depositado del papel usando celofán y lo pegamos en el porta
  4. Lo examinamos al microscopio (lo explicaremos más adelante).
"Test del papel húmedo"
  1. Colocamos al paciente encima de un trozo de papel grande (puede ser una hoja de papel larga o similar).
  2. Cepillamos la capa del animal rápidamente con un cepillo durante un tiempo.
  3. Mojamos una bolita de algodón y eliminamos apretandola el exceso de humedad.
  4. Con esta bolita  impactamos ligeramente sobre los restos que han quedado en el papel.
  5. Las heces de pulgas pueden ser confirmadas por marcas con restos de sangre rodeadas de un halo naranja en la bolita de algodón o en la hoja de papel.

Técnica de la cinta adhesiva


¿Qué necesitaremos?
  • Tijeras
  • Portaobjetos
  • Cinta adhesiva
  • Un método de tinción como Diff-Quick.
Técnica
  1. Presionamos firmemente una porción de celo sobre una zona sin pelo de la piel.
  2. Unimos ambos extremos de la cinta adhesiva, dejando libre la porción intermedia.
  3. Teñimos la cinta adhesiva con Diff-Quick o su equivalente.
  4. Posteriormente eliminamos el exceso de tinción (aclarando).
  5. Pegamos totalmente la cinta adhesiva al portaobjetos.
  6. Eliminamos el exceso de humedad y procedemos al examen citológico de la cinta adhesiva con un microscopio.










Observación: de manera alternativa la cinta adhesiva puede ser examinada sin teñir en busca de ectoparásitos.

Este post tendrá más fotos tan pronto como sea posible. Gracias y disculpa las molestias.


martes, 9 de octubre de 2012

Polifagia

La polifagia puede ser definida como la presencia de un apetito voraz que desemboca en la ingestión de alimento en cantidades excesivas respecto a la ingesta normal del individuo.

Ésta ha de ser diferenciada de la pica, que es el apetito o ansia de ingestión de sustancias anormales como la soja o el papel. La polifagia puede ser psicológica, fisiológica o patológica, y de manera general la clasificamos como primaria o secundaria.

Polifagia primaria.


Es el resultado de una actividad aumentada del "centro del hambre" y una inhibición del "centro de la saciedad" (según nos comenta la bibliografía consultada en inglés, si alguien tiene una mejor traducción para estos conceptos, que por favor escriba en comentarios).

  • Las lesiones que destruyen el núcleo hipotalámico ventromedial, por ejemplo, tumores hipotalámicos, son causas extrañas, aunque posibles de polifagia.
  • La sobrealimentación puede ser considerada como una forma psicológica de polifagia y es la causa más común de obesidad en pequeños animales. Bajo circunstancias normales, un balance calórico positivo activaría el centro de la saciedad, pero en perros obesos los mecanismos de control fallan y los animales afectados continúan comiendo excesivamente. La razón de este fallo del feedback negativo en centro del apetito es desconocida, pero el hecho de que ciertas razas de perros tengan tendencia a padecer obesidad sugiere una predisposición genética.


Polifagia secundaria.


Enfermedades que de una u otra manera inducen un balance calórico negativo (como por ejemplo síndromes de malabsorción o maldigestión) o un incremento en la tasa metabólica basal (hipertiroidismo), producen una polifagia secundaria.

En estos casos la polifagia es patológica y representa una respuesta compensatoria para mantener los requerimientos nutricionales aumentados del animal, y así mantener el peso corporal. Dicho mecanismo compensatorio es generalmente inadecuado y la polifagia va a ir generalmente acompañado por una pérdida de peso más o menos variable y una pérdida de masa muscular.

Un incremento fisiológicamente apropiado en el apetito puede ocurrir en respuesta a la gestación, lactación, ejercicio exigente y exposición a climas fríos.

Ciertos fármacos como los glucocorticoides, progestágenos (acetato de megoestrol), diazepam y los anticonvulsivos pirimidona, fenitoína, y fenobarbital son potentes estimuladores del apetito.

¿Qué debemos preguntar al dueño?

Las preguntas que debemos hacer son las siguientes:

-¿Desde cuándo ocurre ésto?

-¿Este hecho está acompañado de pérdida de peso o de ganancia de peso?

Si existe pérdida de peso o pérdida de masa muscular, descartar enfermedades que aumenten la tasa metabólica o que creen un balance energético negativo como:
  • Síndromes de maldigestión/malabsorción
  • Diabetes mellitus
  • Hipertiroidismo
  • Hiperadrenocorticismo.
-¿Ha habido un cambio reciente a una comida más palatable, grasa o de más calorías (rica)?

-¿Con qué frecuencia se/lo alimenta?¿Le da golosinas o sobras?

-¿Algún tratamiento previo o concomitante?
  • Glucocorticoides.
  • Anticonvulsivantes.
  • Progestágenos.

-¿Otros signos clínicos?

Otros signos clínicos como la letargia, intolerancia al ejercicio, taquicardia, vómitos, diarrea, polidipsia/poliuria, alopecia, signos de enfermedad del sistema nervioso o alteraciones en el comportamiento (como irritabilidad) pueden ayudar a establecer la causa de polifagia.

Examen físico y diagnóstico


El peso del animal ha de ser controlado y anotado regularmente. Los animales con polifagia que pierden peso han de ser examinados en busca de signos clínicos adicionales para encontrar la causa primaria

-¿Hay diarrea?. Debemos de considerar una posible malabsorción

-¿Hay polidipsia/poliuria?. Posible diabetes mellitus, hiperadrenocorticismo, hipertiroidismo.

-¿Hay alopecia?.  Posible hiperadrenocorticismo.

-¿Hay signos de SNC o alteraciones del comportamiento? Debemos de considerar hipoglucemia o hipertiroidismo.

-¿El hígado se encuentra aumentado? Podemos pensar en diabetes mellitus, hiperadrenocorticismo, hipertiroidismo...

El plan diagnóstico inicial podría ser el siguiente:
  1. Hematología completa.
  2. Panel bioquímico completo.
  3. Urianálisis
  4. Radiografías laterales de tórax y abdomen.
Cuando la polifagia viene acompañada por una historia clínica con diarrea o esteatorrea, los siguientes tests adicionales deberían realizarse:
  • Recuento de huevos en heces.
  • Coprología
  • Determinacion de la TLI, folatos y vitamina B12
  • Test diferencial de absorción de azúcares...
Algunos tests adicionales, podrían ser necesarios para investigar la función  tiroidea y el eje pituitaria-adrenales.

Tratamiento


La terapia sintomática para la polifagia secundaria no es apropiada y el objetivo principal ha de ser eliminar o tratar la causa subyacente. La restricción dietética o la alimentación con dietas hipocalóricas con un alto porcentaje de fibra es indicada solo cuando la polifagia se encuentra asociada con una sobreingesta del animal que resulta en obesidad.

Bibliografía


Dunn J. K.,  Anorexia and polyphagia. Capítulo 2. En Textbook of small animal medicine. 1ª Edición. Reino Unido: W.B Saunders: 13-18. 2000.

Próximamente realizaré una ficha en la que haré un resumen de las principales causas de polifagia primaria y secundaria. ¿Tienes interes en ello?. ¿Alguna pregunta o comentario?. Por favor, deja tu respuesta.

Taller de Hematología (I): ¿Tu primer día tomando muestras?

Hola y bienvenidos a las nociones básicas sobre Hematología Veterinaria.

Espero que tanto a vosotros como yo podamos mejorar nuestros conocimientos sobre hematología a través de este taller y de la comunicación a través de comentarios.

El formato de esta sección va a constar de preguntas y respuestas en relación al estudio de la sangre en varios "fasciculos" o "capítulos"

¿Cómo obtenemos una muestra de sangre?

Para tomar una muestra de sangre, algunos autores recomendarían obtener la misma de una venopunción de la yugular y no de venas periféricas -como la vena cefálica- dado que el flujo en las venas periféricas es lento, y esto puede causar hemólisis e iniciación de la coagulación.

Sin embargo, normalmente y tratándose pequeños animales usamos más la vena cefálica debido a la mayor comodidad a la hora de tomar la muestra de sangre, siendo la vía que la mayoría de clínicos escogemos para tomar una muestra de sangre venosa.


(extracción de sangre de la vena yugular)

Normalmente en perros usamos agujas de 21 G, mientras que en gatos usamos agujas de 23 G.

Como dato clave y a tener en cuenta hemos de considerar que las agujas de poco calibre pueden causar daño celular con un aumento de la hemólisis.

¿Qué hemos de evitar al realizar la venopunción?
  1. Usar agujas de un calibre menor al indicado para la venopunción.
  2. Realizar movimientos violentos o sin sentido con la aguja dentro y fuera de la vena.
  3. Realizar una succión excesiva de la jeringa durante la obtención de sangre.
¿Qué nociones básicas debo de tener a la hora de elegir un tubo con anticoagulante?¿Cuál escojo?

Aunque hablaremos  más detalladamente de los tubos con anticoagulante para la recepción de muestras de sangre en próximos posts del taller, hemos de tener unas nociones básicas:
  • El EDTA (ácido etiléndiamino tetra-acético), es generalmente el anticoagulante de elección, debido a que las células sanguíneas se conservan bastante bien y que las extensiones se tiñen sin problema. Sin embargo, en algunas ocasiones, puede producir agregación plaquetaria en gatos.
  • Podemos utilizar el citrato de sodio como alternativa en este tipo de situaciones, siendo este anticoagulante el que se utiliza para las pruebas de coagulación.
  • La heparina no es el anticoagulante adecuado para la hematología, ya que causa problemas en la tinción de leucocitos.

¿Qué tengo que hacer para utilizar correctamente un tubo de EDTA?

Los tubos de EDTA (con tapón morado) han de rellenarse hasta el nivel indicado, generalmente encontrarás una linea en la pegatina del tubo que marca el volumen total de sangre que han de recibir.

Pueden producirse varios problemas en esta fase:
  • Si el tubo no se llena hasta el nivel indicado, se producirá un exceso de EDTA en el tubo, que reducirá de forma artefactual el tamaño de los eritrocitos y alterará la morfología celular.
  • Si utilizamos anticoagulante líquido y no llenamos el tubo hasta el punto indicado, se puede producir una dilución significativa de la muestra.
  • Si el tubo se llena más de lo indicado, se formarán coágulos.
Posteriormente a la colección de sangre en el tubo, hemos de invertir suavemente el tubo (movimientos de pronación y supinación) varias veces, asegurando así una distribución adecuada del anticoagulante.

El tubo jamás debe agitarse violentamente porque esta situación causaría hemólisis.

¿Y cuándo realizo la extensión sanguínea?

Las extensiones sanguíneas han de realizarse SIEMPRE. Para un citómetro de flujo hay situaciones, que van a pasar desapercibidas, como cambios morfológicos, anormalidades y otros aspectos que el ojo humano si va a detectar.

¿De qué situaciones hablamos?
  1. De confirmar el recuento diferencial de leucocitos
  2. Para detectar cualquier cambio en la morfología de los hematíes: esferocitosis, anisocitosis, policromasia...
  3. Para detectar parásitos celulares (Babesia canis...)
  4. Para detectar cualquier anormalidad celular: células neoplásicas...
  5. Para confirmar el recuento de plaquetas: se pueden formar agregados de plaquetas que los analizadores no tendrán en cuenta como plaquetas.
¿En qué momento realizo la extensión?

La extensión sanguínea ha de realizarse lo antes posible una vez hemos obtenido la muestra de sangre, o la degeneración celular nos impedirá la interpretación.

La morfología celular comienza a deteriorarse en las primeras horas (sobre 12 horas). Es por ello que si la muestra de sangre se envía a un laboratorio exterior, deberán realizarse las extensiones en el momento del muestreo y enviarlas junto con la muestra de EDTA. Esta última debería mantenerse en la nevera hasta que se proceda al envío.

Es mi primera extracción de sangre. ¿Por qué se ha producido hemólisis?

Como bien sabes, el daño en las células durante o posteriormente al muestreo puede producir hemólisis.

Esta situación nos va a dar un recuento de glóbulos rojos y hematocrito erroneamente bajos y una Concentración de Hemoglobina Corpuscular Media (CHCM) falsamente alta. Si además medimos las proteínas (con un rotor de bioquímica o un refractómetro -explicaremos ambos en la sección de instrumental), estas estarán falsamente elevadas. 

Las principales causas de hemólisis son:
  1. Una aguja de calibre fino.
  2. Agitación excesiva de la sangre en el tubo.
  3. Succión excesiva en la jeringa.
  4. Almacenaje a temperaturas elevadas y prolongación de dicho almacenaje.

Bibliografía:

Blackwood L., Villiers E., Introducción a la Hematología. Capítulo 3. En: Manual de diagnóstico de laboratorio en pequeños animales. 1ª Edición. España: Ediciones S: 33-47. 2009.
Meinkoth J.H., Cowell R.L., Tyler R.D., Morton R.J.  Recogida y preparación de muestras. Capítulo 1. En: Diagnóstico citológico y hematológico en el perro y el gato. 1ª Edición. España: Elsevier E: 1-19. 2009.

Si tienes alguna pregunta, duda o aclaración deja tu comentario. Gracias.

lunes, 8 de octubre de 2012

Mi análisis de los Cursos y Seminarios de Formación Continuada de AVEPA.

Muchos son los cursos de formación continuada que he ido realizando en estos dos últimos años, entre ellos los de AVEPA.

Tres fueron los factores que me animaron a apuntarme:

  • Como estudiante de 5º curso de Licenciado en Veterinaria había una muy buena oferta para inscribirse a AVEPA, que incluía las 4 revistas que publican anualmente y los cursos de formación (clic aquí si quieres saber de lo que hablo).
  • Las posibilidades económicas que me daba la beca me permitía realizar desplazamientos a nivel nacional (cuesta poco rascarse el bolsillo para aprender).
  • Los proceedings que se encuentran en la página web son bastante buenos para aquellos que necesitan un punto de partida para empezar a estudiar sobre un tema.

Estos cursos tienen una duración de 4 horas y media, con una pausa café de media hora.

Hasta ahora he realizado dos cursos en Madrid (exóticos y comportamiento animal) y uno en Oviedo (traumatología), siendo mi opinión sobre todos ellos muy positiva.


imagen correspondiente al Seminario de Etología
que ofreció AVEPA en el Ilustre Colegio de Veterinarios de Madrid
(Abril de 2012)

Los ponentes, han sido extraordinarios en todos los casos, siendo amenos, concisos y accesibles, tanto en las horas teóricas, como en el periodo de descanso.

 La posibilidad de preguntar, no importando cual sea el nivel, crea un ambiente muy propicio para la resolución de dudas y facilita el aprendizaje.


imagen correspondiente al Curso de Animales Exóticos
que ofreció AVEPA en el Ilustre Colegio de Veterinarios de Madrid 
(Septiembre de 2012)


La materia impartida se adapta a la dinámica clínica y tiene una buena aplicación práctica, ya que en el lugar en el cual estuve becado, varios fueron los conocimientos que me sirvieron de ayuda o de "primera piedra" para construir las bases sobre mi futuro conocimiento.

Para finalizar estas líneas, comentar que el año que viene continuaré siendo socio de AVEPA (ya pagando la cuota como licenciado en Veterinaria) y acudiendo a estos cursos y seminarios, pues he disfrutado mucho en ellos y aunque el número de cursos podría ser mayor, los que se han realizado han sido muy de mi agrado.

A todos aquellos estudiantes que estáis considerándolo, os animo a probarlo.

-¿Tienes alguna pregunta, duda o aclaración sobre este post?. Deja tu comentario.



domingo, 7 de octubre de 2012

Todo tiene un inicio


No se ni como, ni cuando empezó todo esto...

Es probable que mis primeros recuerdos me ayuden, por que éstos fueron entre perros y gatos. 

Hoy por hoy continúa resonando el eco de aquella pregunta que todo el mundo te hacía en la adolescencia: 

-"¿Y qué quiere ser de mayor?".

En mi infancia, mi madre, contestaba:

-"Veterinario de perros y gatos".

En mi adolescencia, yo mismo contestaba a mis amigos y parientes lejanos.

-"Veterinario"

Y cuando por fin lo logré, fue la primera palabra que conseguí articular:

-"Soy Veterinario".

El camino fue muy difícil, y aun tengo que encontrar mi lugar, trabajar más fuerte, formarme día a día, y esperar a que llegue mi oportunidad.

Este año, me ha servido para progresar mucho...

Becado en un Hospital, aprendiendo poco a poco, adquiriendo habilidades, y sobre todo saboreando un sueño.

Mi blog va dedicado a todas esas personas que lo han hecho posible, y también  a estudiantes, a licenciados, que, recuerden o no, una vez no muy lejana, realizaron un esfuerzo por cumplir un sueño.

También a mi familia, amigos y sobre todo a mi gran apoyo en la vida.